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Rastreio de Foco Infeccioso

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    Introdução:
  • A assepsia do local de punção deve ser garantida para evitar contaminação. Exemplos de contaminantes comuns da pele são as espécies de Staphylococcus coagulase-negativas, espécies de Corynebacterium e Cutibacterium acnes ;
  • É importante atentar para o volume das amostras (são necessários, pelo menos, 20 mL de sangue em cada amostra). Estudos mostram que, quanto maior o volume coletado, maior a chance de detecção;
  • A coleta deve ser feita antes da administração de antimicrobianos;
  • O mais indicado é a coleta de dois sets (quatro garrafas) – detecta até 90-95% das bacteremias.
    Indicações:
  • Endocardite infecciosa; [cms-watermark]
  • Febre de foco desconhecido; [cms-watermark]
  • Infecção da corrente sanguínea relacionada com cateter vascular; [cms-watermark]
  • Infecções do trato biliar;
  • Infecções em transplantados e em outros pacientes com imunossupressão;
  • Infecção cirúrgica de sítio profundo e/ou sepse;
  • Neutropenia febril; [cms-watermark]
  • Osteomielite aguda; [cms-watermark]
  • Pielonefrite com critérios de admissão hospitalar; [cms-watermark]
  • Pneumonia adquirida na comunidade com critérios de admissão hospitalar; [cms-watermark]
  • Pneumonia hospitalar. [cms-watermark]
    Não há indicação:
  • Infecções de pele sem acometimento sistêmico;
  • Pneumonia comunitária sem critérios de admissão hospitalar.
    Microrganismos frequentemente isolados em hemoculturas:
  • Estafilococos coagulase-negativos;
  • Corynebacterium sp. ;
  • Bacillus sp. (exceto B. anthracis );
  • Propionibacterium acnes ;
  • Clostridium perfringens .
    Técnica:
  • Desinfectar a tampa do frasco de hemocultura com álcool 70% antisséptico;
  • Higienizar as mãos; [cms-watermark]
  • Identificar a veia, com preferência por locais com menor colonização da pele (dorso das mãos e prega ulnar);
  • Colocar as luvas de procedimento; [cms-watermark]
  • Limpar a pele com solução detergente de Clorexidina ou PVP-I; nesta última, retirar o excesso de iodo com gaze seca; [cms-watermark]
  • Realizar a antissepsia local com solução alcoólica de Clorexidina 2% ou PVP-I alcoólica e aguardar 1 minuto. Aplicar o antisséptico com movimentos retos e em sentido único; [cms-watermark]
  • Após a antissepsia, não palpar a área da punção;
  • Não é recomendável a troca de agulhas para inocular nos frascos.
    Identificação das amostras:
  • As amostras por venopunção e cateter devem ser coletadas simultaneamente e encaminhadas no mesmo instante ao laboratório, com identificação adequada, em até 4 horas; [cms-watermark]
  • Quando ocorrer a coleta de outros exames além da hemocultura, colocar primeiro o sangue no frasco de hemocultura, e não utilizar Heparina na seringa; [cms-watermark]
  • Informar, no pedido do exame para bacteriologia, se o paciente está em uso de antibiótico ou antifúngico, se usa cateter vesical e qual a suspeita clínica; [cms-watermark]
  • A hora da coleta deve ser especificada nos frascos e no pedido da hemocultura, bem como a via de coleta (a cor da via do cateter ou linha arterial). [cms-watermark]
  • Coleta indicada sempre que possível;
  • Limpar a superfície com SF 0,9% e fazer antissepsia com álcool 70%;
  • Para anestesia: Lidocaína 2% infiltrada com seringa de 1 mL;
  • Preparar seringa de 3 mL (ou mais) para aspiração;
  • Se necessário, injetar 1 mL de SF antes da aspiração (isso facilita a coleta);
  • Se indicado swab , limpar a lesão com SF antes da coleta;
  • Usar frasco estéril para armazenar o material.
    Observações:
  • No caso de úlceras de pressão/pé diabético, realizar desbridamento para remover a camada superficial;
  • Colocar o material umedecido com gotas de SF 0,9% em frasco estéril.
  • Coletar cinco frascos (estéreis) de 1 mL:
    • Cultura para bactérias, fungos e micobactérias;
    • Citometria;
    • Bioquímica.

  • Encaminhar ao laboratório no período de até 15 minutos.
  • Swab umedecido com SF 0,9% pela técnica de rolamento;
  • Obter um swab em cada olho;
  • Inocular em frasco com ágar chocolate e fazer esfregaço em lâmina para exame direto;
  • Em caso de endolftalmite, após aspiração do material, inoculá-lo em ágar chocolate.
    Separar equipamento necessário:
  • Cateter intravenoso 14;
  • Seringas de 10 ou 20 mL;
  • Campo fenestrado estéril;
  • Luvas estéreis;
  • Pinças para pequenas cirurgias;
  • Frascos de vidro estéril;
  • Coletor de vidro ou plástico;
  • Equipo de soro;
  • Cloridrato de lidocaína 2% sem vasoconstritor;
  • Substâncias para assepsia e antissepsia.

Coletar 1-10 mL para cultura (a inoculação em frascos de hemocultura aumenta o rendimento diagnóstico).

    Se suspeita de PBE:
  • Citologia (comum e oncótica);
  • Citometria;
  • Albumina;
  • Bioquímica (glicose, pH, proteínas totais, LDH, ADA).

Esses cuidados podem ser aplicados a outros tipos de líquido (sinovial, pleural, pericárdico e articular). No caso de bile, manter refrigerado a 4ºC.

  • Coletar em frasco estéril;
  • Conforme a indicação, solicitar até três amostras, indicando a suspeição clínica;
  • Pode ser armazenada a 4ºC por até 24 horas.
  • Higiene da região genital com água e sabão (evitar uso de álcool, por causar dor e irritação local), separando lábios ou retraindo prepúcio;
  • Desprezar o primeiro jato;
  • Usar frasco estéril e de boca larga;
  • No caso de paciente cateterizado:
    • Fazer desinfecção prévia da conexão com álcool 70%;
    • Em seguida, aspirar com seringa de 1-10 mL;
  • Pode ser armazenada por até 24 horas a 4ºC;
  • Atenção! Não enviar “urina de 24 horas” para cultura.
  • Coletar pela manhã após higiene oral com água (sem pasta dental);
  • Instruir o paciente a inspirar profundamente e provocar tosse;
  • Se necessário, considerar indução via nebulização com salina 3%;
  • Informar se o paciente está neutropênico ou usando antibióticos.

Para cultura (quantitativa): Coletar 1 mL, ou mais, em recipiente estéril.

Para rastreio: Não há volume mínimo de secreção.

Não é recomendável o armazenamento.

  • Limpar a pele com SF e álcool 70%;
  • Remover o cateter com técnica asséptica;
  • Cortar 5 cm distais e colocar em frasco estéril seco.

Autoria principal: Gustavo Guimarães Moreira Balbi (Clínica Médica e Reumatologia).

Revisão: Raíssa M. Perlingeiro (Infectologia e mestrado em Pesquisa Clínica em Doenças Infectoparasitárias pelo INI/Fiocruz). [cms-watermark]

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